产品货号:
GL0619
中文名称:
糖原D-PAS染色液(淀粉酶消化法)
英文名称:
产品规格:
5×50mL|5×100mL
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1~3天
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糖原D-PAS染色液的特点在于糖原PAS染色之前经淀粉酶处理,糖原消化时需要两张相同的切片,脱蜡后一张切片用含有淀粉酶的适当缓冲液处理,另一张仅用缓冲液处理,然后两张切片均用PAS法染色,消化后染色消失表明存在糖原。
糖原染色是病理学中常规的染色方法之一,McManus在1946年最先使用高碘酸-雪夫技术显示黏蛋白,该法常用来显示糖原和其他多糖,该染色试剂盒不仅能够显示糖原,还能显示中性黏液性物质和某些酸性物质以及软骨、垂体、霉菌、真菌、色素、淀粉样物质、基底膜等。过碘酸(又称高碘酸)是一种强氧化剂,它能氧化糖类及有关物质中的1,2-乙二醇基,使之变为二醛,醛与Schiff试剂能结合成一种品红化合物,产生紫红色,由于高碘酸还可氧化细胞内其他物质,使用时应注意选择好高碘酸浓度和氧化时间,使氧化控制在既能把乙二醇基氧化成醛基又不至于过氧化,这是很关键的步骤。PAS技术是唯一可检测不同种类的黏液物质(如糖原、黏蛋白和糖蛋白)的方法,但PAS技术却不能区别黏蛋白和糖原。若要准确鉴别黏液物质(如黏蛋白或糖原),需加入糖原消化步骤。大多数情况下可用α–淀粉酶或麦芽淀粉酶来催化糖原的糖苷键水解,形成水溶性的双糖-麦芽糖,在应用PAS技术之前将糖原从组织切片上除去,人类的唾液被认为是消化糖原的一种有效手段,但是出于安全以及缺乏标准唾液的考虑,不主张应用唾液。
组分 | 5×50mL | 5×100mL | 保存 |
淀粉酶溶液 | 50mL | 100mL | 4℃,避光 |
过碘酸溶液 | 50mL | 100mL | |
Schiff Reagent | 50mL | 100mL | |
Mayer苏木素染色液 | 50mL | 100mL | |
酸性乙醇分化液 | 50mL | 100mL | RT |
保存:2~8℃,避光,有效期6个月。
蒸馏水、系列乙醇、二甲苯或环保浸蜡脱蜡透明液、中性树胶
- 切片脱蜡应尽量干净,否则影响染色效果,需使用一张阳性对照片验证酶的活性。
- 过碘酸氧化时间不宜过久,氧化时温度以18~22℃最佳。
- 淀粉酶溶液、过碘酸溶液、Schiff Reagent应置于4℃密闭保存,使用时避免接触过多的阳光和空气,使用前最好提前取出恢复到在室温后,避光暗处使用。
- 酸性乙醇分化液应经常更换新液,其分化时间应该依据切片厚薄、组织的类别和酸性乙醇分化液的新旧而定,另外分化后自来水冲洗时间应该足够。
- 在过碘酸溶液和Schiff Reagent中作用时间非常重要,该依据切片厚薄、组织类别等决定。
- 冷冻切片染色时间尽量要短。
- 为了您的安全和健康,请穿实验服并戴一次性手套操作。
- 试剂开封后请尽快使用,以防影响后续实验效果。
- 两张相同切片,二甲苯或脱蜡透明液脱蜡,梯度乙醇入水。
- 一张切片入37℃淀粉酶溶液处理1h;另一张不用淀粉酶溶液处理,入水中1h作为对照。
- 流水冲洗两张切片各5~10min。
- 入过碘酸溶液室温放置5~8min,一般不宜超过10min。
- 自来水冲洗1次,再用蒸馏水浸洗2次。
- 入Schiff Reagent,置于室温阴暗处浸染10~20min,自来水冲洗10min。
- 入Mayer苏木素染色液,染细胞核1~2min。
- (可选)酸性乙醇分化液分化2~5s。
- 自来水冲洗10~15min,更换蒸馏水清洗使其返蓝。
- 二甲苯或脱蜡透明液透明,中性树胶封固。
糖原、中性,唾液黏蛋白 | 红紫色 |
各种糖蛋白 | 红紫色 |
细胞核 | 蓝色 |
未处理的切片,糖原呈亮红色或红紫色;淀粉酶处理的切片,糖原阴性。 |
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